免疫學/免疫學實驗方法
骨髓中幹細胞的生長是細胞免疫的基礎。體外模擬這種生長可以透過用基質細胞填充半固體培養基來實現。透過新增不同的生長因子和細胞因子，以及不同分化水平的幹細胞，可以瞭解造血化學介質的影響。HSC 可以從供體中取出，並注射到具有缺陷或缺失造血系統的人體內。僅需取出供體骨髓的 10%，並注射到受體體內，HSC 將會自行找到骨骼，補充受體的造血系統。幹細胞移植有幾種型別
- 自體——供體即受體本人；受體可以在化療或放療前冷凍 HSC；此外，基因工程改造的自體 HSC 可以重新注射回患者體內
- 同基因——供體與受體基因相同（同卵雙胞胎）
- 異基因——供體與受體基因不同
- 這會導致移植物抗宿主病 (GVHD)
- GVHD 基於 MHC/HLA 型別，因此當發現人群中異基因成員與受體相比，具有相對相似的 MHC/HLA 型別時，就會發生骨髓“匹配”
產生某些細胞因子（或某些細胞型別本身）的遺傳因素可以透過使用基因敲除小鼠來研究。在這些小鼠中，某個基因被失活，並允許動物生長。將產生的表型與其他基因敲除小鼠進行比較，試圖拼湊出不同細胞功能和表型的遺傳基礎。近年來，基因敲除技術已經變得非常成熟。基本上，對基因庫進行搜尋以尋找要敲除的候選基因。開發一個具有敲除候選基因的全小鼠基因組，並在初步幹細胞中進行培養，然後透過電穿孔將其注射到小鼠幹細胞中。除了使候選基因失效外，改變的基因組通常還包含兩個因素
- 一個基因使培養的初步幹細胞對某種抗生素具有抗性。由於並非所有幹細胞都會整合改變的基因組，因此對處理過的細胞應用抗生素，只有那些存活下來的細胞才被注射了改變的基因組（包括抗生素抗性基因和敲除的基因序列）
- 一個基因使完全改變的基因敲除小鼠的表型明顯。例如，改變的小鼠基因組可能包括一個基因，使基因敲除小鼠的顏色變為純白色。在處理之前，幹細胞從一隻黑色小鼠中收集。因此，當黑色毛皮母鼠被注射處理過的幹細胞時，它會產下顏色各異的幼鼠，從黑色到白色和灰色不等。然後將近乎白色的後代彼此雜交，並重復該過程，直到產生具有純白色皮毛的小鼠。這些小鼠最有可能同時具有純白色基因型和敲除的基因。因此，關聯的表型是關聯基因型的標記。
有幾個基因影響造血，並且已經透過基因敲除進行了開發。這些包括
- GATA-2——調節淋巴細胞和髓系細胞的產生，以及紅細胞（紅細胞）的產生
- Ikaros——調節淋巴細胞的產生
- Oct-2——調節幼稚 B 細胞分化為漿細胞
小鼠的照射會消除骨髓中的 HSC，破壞小鼠產生紅細胞和白細胞的能力。這些細胞可以用免疫學上相同的小鼠的骨髓細胞來代替，儘管在注射的替代細胞中，實際上只有很少的細胞是 HSC。為了集中樣本中實際 HSC 的數量，可以照射小鼠，並用與成熟紅細胞和白細胞結合的熒光免疫球蛋白注射替代骨髓細胞。現在可以使用流式細胞術方法來剔除這些標記的細胞，並且可以重複該過程，直到只剩下最有可能未分化的細胞。HSC 可以從包含其表面上的 CD34 受體的一組細胞中找到；CD34+ 亞群幾乎完全是 HSC，只有少數分化細胞。
給定的抗原可能有多個表位，每個表位與免疫系統反應，產生針對每個表位的特異性抗體。當給定抗原被給予實驗動物時，該動物將產生針對抗原每個表位的抗體，形成多克隆抗體反應。然後從動物脾臟中分離出漿細胞 B 細胞，並將這些細胞與特殊的癌性（因此是不朽的）骨髓瘤 B 細胞融合，骨髓瘤 B 細胞本身不會產生任何特異性抗體。骨髓瘤細胞缺乏某種酶，即次黃嘌呤-鳥嘌呤磷酸核糖基轉移酶或 HGPRT，因此在某些條件下（即在 HAT 培養基的存在下）無法生長。這些 B 細胞/骨髓瘤細胞雜交產生的產物被稱為雜交瘤，它們無限期地分泌單克隆抗體。雜交後，將有三種類型的細胞：1）脾臟 B 細胞，2）骨髓瘤細胞和 3）成功形成的雜交瘤。為了篩選雜交瘤，將混合物在 HAT 培養基上生長（殺死任何未雜交的骨髓瘤細胞），並允許脾臟 B 細胞（因為它們不是癌細胞，並且會因衰老而死亡）死亡。只有那些能夠存活很長時間（骨髓瘤成分）並且含有 HGPRT（漿細胞成分）的細胞才能在篩選過程中存活。這僅會導致雜交瘤，每個雜交瘤分泌不同的抗體。現在透過差異稀釋分離多克隆雜交瘤混合物，以便分離出針對每個特定表位的雜交瘤，最終導致功能性、不朽的單克隆 B 細胞。
單克隆抗體 (mAbs) 非常有用。它們可以被放射性標記或用熒光分子標記，以檢測蛋白質，例如組織中的癌蛋白。熒光抗體的使用也使科學家能夠對細胞成分進行成像，從而加深了對細胞結構及其遺傳學的理解。此外，免疫毒素的抗癌特性源於與某種毒素結合的 mAb，這種毒素會定位到與 mAb 匹配的癌表位。抗體還可以與酶功能（抗體酶）形成，這為在特定點切割蛋白質以更成功地研究蛋白質組帶來了希望。
一列珠子包含單克隆抗體。然後將蛋白質混合物（潛在抗原）透過該柱，並且所關注的抗原與單克隆抗體結合。然後洗滌該柱，去除任何未被單克隆抗體捕獲的抗原。然後調整 pH 值以打破 Ab/Ag 相互作用，並沖洗該柱；所關注的 Ag 將在最後一次洗滌中洗脫。
放射免疫分析是一種科學方法，用於測試血液中的激素水平，無需使用生物測定法。它包括將放射性抗原（通常用連線到酪氨酸的碘同位素標記）與該抗原的抗體混合，然後新增已知數量的未標記或“冷”抗原，並測量被置換的標記抗原的量。
最初，放射性抗原與抗體結合。當新增冷抗原時，兩者競爭結合抗體位點 - 並且在冷抗原濃度較高時，更多冷抗原與抗體結合，置換放射性變體。將溶液中結合的抗原與未結合的抗原分離，並使用每個抗原的放射性來繪製結合曲線。
建立此標準曲線後，可以從患者身上採集樣本。然後將樣本新增到 Ab/放射性 Ag 混合物中。允許樣本與放射性 Ag 混合，並且未標記的 Ag（通常是正在測試的體內的激素）將置換一些放射性 Ag。然後“沖洗”該混合物，並將剩餘的放射性標記抗原的量與標準曲線進行比較，從而可以輕鬆確定未標記（患者來源）Ag/激素水平。
該技術非常靈敏且特異性強，儘管成本高，並且在診斷和治療諸如橋本氏甲狀腺炎和系統性紅斑狼瘡等自身免疫性疾病方面特別有用。
將抗原樣本應用於孔的表面，樣本之間的空間填充不結合抗體的蛋白質。大量的抗體與能夠產生顏色變化的特定酶連線，在允許僅Ab/Ag結合的條件下新增到樣本中；*必須新增足夠的Ab以與樣本中所有可能的Ag分子反應——如果Ag多於Ab，則額外的Ag將*不會*被測試檢測到*。然後洗滌孔，啟用顏色變化反應。可以透過分光光度法測量顏色變化的程度，並透過將顏色變化與標準曲線進行比較來確定抗原的濃度。
- **夾心 (捕獲) ELISA**——對於濃度非常低的抗原，例如細胞因子，其與孔板的結合可能很困難。此方法使用一種針對Ag上表位之一的Ab，將這些底部抗體連線到孔板孔中，在那裡它們結合新增的少量Ag。將第二種型別的抗體新增到孔中，該抗體與Ag上的不同表位結合。因此，Ag夾在底部“保持”抗體和與產生顏色變化的酶連線的頂部“檢測”抗體之間。
與RIA類似，在此測試中，固定量的Ab附著在孔的表面。將已知量的放射性標記Ag新增到孔中，並將樣本（可能含有未標記的Ag）也新增到孔中。必須新增足夠的標記Ag以與每個Ab反應，否則測試將不準確。這是因為未標記的Ag必須與標記的Ag競爭，為了真正競爭，每個Ab結合位點都必須有可能被標記的Ag填充。洗滌孔，將“勝出”標記Ag的未標記Ag的數量與標準曲線進行比較（因此，剩餘標記Ag的數量與樣本中Ag的數量成反比，透過標準曲線中的某些關係）。
每個抗體至少有兩個（在二聚體和五聚體的情況下，有兩個以上）針對表位的相同結合位點這一事實允許抗原的凝集。血凝是利用此特性來測試血型；將抗-A Ab抗-B Ab以及抗-A和抗-B Ab的混合物新增到血液樣本的小份中，並且凝集（凝集）表明血型。
庫姆斯試驗（也稱為庫姆斯試驗）是一種血液測試，用於確定是否存在紅細胞抗體，這通常會導致溶血，尤其是在Rh病中。庫姆斯抗體是抗人球蛋白。它於1945年首次由劍橋免疫學家羅賓·庫姆斯、亞瑟·穆蘭特和羅布·雷斯描述。該測試也用於輸血前血液篩查。
存在兩種型別的測試
- 間接庫姆斯試驗 - 也稱為間接抗球蛋白試驗 (IAT)。這用於匹配血液製品。它透過新增多克隆抗血清來檢測存在於紅細胞膜上的免疫蛋白，該抗血清包含針對人免疫球蛋白和補體的抗體，以使細胞凝集。
- 直接庫姆斯試驗 - 也稱為直接抗球蛋白試驗 (DAT)。它透過在血清中孵育正常紅細胞、洗滌細胞，然後使用包含針對人免疫球蛋白和補體的抗體的多克隆抗血清來使細胞凝集，來檢測能夠附著在正常紅細胞上的抗體。DAT 用於確定患者是否患有免疫介導的溶血（抗體介導的紅細胞破壞），如 Rh 病中發生的情況。
庫姆斯試驗用於檢測患者血液中是否存在凝集的紅細胞。如果呈陽性，則解釋為體內發生了抗原-抗體反應。庫姆斯試驗有時被稱為直接抗球蛋白試驗。間接抗球蛋白試驗也稱為抗體篩選。在此測試中，將幾滴患者血清放入一個小試管中，與一滴試劑紅細胞混合，並檢查是否有抗原-抗體反應。如果有這種反應，則意味著患者血清中含有針對試劑紅細胞上已知抗原的抗體。